CienciaySaludNatural.com
Una evaluación parasitológica de insectos comestibles y su papel en la transmisión de enfermedades parasitarias a humanos y animales doi: 10.1371/journal.pone.0219303 – https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6613697/
La brújula alimentaria de la Escuela Friedman de Ciencias y Políticas de Nutrición, presentada a fines de 2021, es otra herramienta del Gran Reinicio del Foro Económico Mundial (Grupo Vanguard) diseñada para desalentar el consumo de alimentos de origen animal al calificarlos falsamente como poco saludables y alentar el consumo de alimentos ultraprocesados (UPF) e insectos , al darles altas calificaciones nutricionales. El Foro Económico Mundial, pretende destruir el sistema alimentario actual para poder implementar uno nuevo basado completamente en alimentos de imitación procesados y patentados, incluidos los cultivados en laboratorio y los vegetales. , o “carnes” a base de hongos y alternativas de proteínas, como ellos dicen: “limpias y verdes” como la harina de grillo y los gusanos de la harina y otros insectos.
Pero en este estudio, incluido en este artículo se encontraron toda una serie de parásitos en el 81% de las explotaciones de insectos. Además, estos parásitos eran patógenos para los animales y/o las personas en el 30-35% de las explotaciones estudiadas.
Sin duda pretenden que dependamos de sus alimentos procesados y patentados para quedar bajo su control. Las empresas privadas que controlan el suministro de alimentos finalmente controlarán países y poblaciones enteras. La biotecnología eventualmente sacará a los agricultores y ganaderos de la ecuación y amenazará la seguridad alimentaria. En otras palabras, el trabajo que se está haciendo en nombre de la sustentabilidad y de salvar el planeta dará mayor control a las corporaciones privadas.
Un estudio de febrero de 2021 encontró que aquellos con la mayor ingesta de alimentos ultraprocesados (UPF) tenían, en promedio, un 58 % más de probabilidades de morir de enfermedad cardiovascular (ECV) en comparación con aquellos con la menor ingesta, un 52 % más de probabilidades de morir de cardiopatía isquémica , y un 26% más de probabilidades de morir por cualquier causa. Los estudios demuestren que las dietas ricas en alimentos procesados conducen a la mala salud y la depresión , y cuanto más procesada es su dieta, peor es su salud y mayor es su riesgo de obesidad y enfermedades crónicas que reducen años, si no décadas, fuera de su vida útil.
Hemos incluido este estudio para identificar y evaluar las formas de desarrollo de los parásitos que colonizan insectos comestibles en granjas domésticas y tiendas de mascotas en Europa Central y determinar el riesgo potencial de infecciones parasitarias para humanos y animales.
Además la quitina es el principal polisacárido presente en insectos, de acuerdo con la regla básica de supervivencia, las quitinas y quitinasas de origen propio (componente propio del cuerpo) son protectoras, pero las de origen ajeno (de otros organismos) son perjudiciales para la salud. Las quitinas y quitinasas exógenas provocan que la inmunidad innata humana genere una avalancha de citoquinas inflamatorias, que dañan los órganos (provocando asma, dermatitis atópica, etc.), y en situaciones persistentes conducen a la muerte (esclerosis múltiple, lupus eritematoso sistémico (LES), cáncer, etc.). La quitina induce inflamación de las vías respiratorias resistente a los esteroides e hiperreactividad de las vías respiratorias en ratones https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33640239/
El ligando fúngico quitina se une directamente a TLR2 y desencadena una inflamación que depende del tamaño del oligómero https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6280652/
Ya en el 2013, la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO), una parte de las Naciones Unidas, ha publicado un informe que dice que todos debemos prepararnos para comenzar a comer insectos.
Sólo justifican una supuesto beneficio nutricional «El prejuicio común contra el consumo de insectos no está justificado desde un punto de vista nutricional», escriben los autores de un informe de 191 páginas (PDF) publicado por la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO) titulado «Insectos comestibles: perspectivas futuras para la alimentación». y seguridad alimentaria». El informe completo está aquí .
Nuevos alimentos, incluidos los insectos y sus partes
A partir del 1 de enero de 2018 entró en vigor el Reglamento (UE) 2015/2238 del Parlamento Europeo y del Consejo, de 25 de noviembre de 2015, por el que se introduce el concepto de “nuevos alimentos”, incluidos los insectos y sus partes. Una de las especies de insectos más utilizadas son: gusanos de la harina ( Tenebrio molitor ), grillos domésticos ( Acheta domesticus ), cucarachas (Blattodea) y langostas migratorias ( Locusta migrans ). En este contexto, el tema insondable es el papel de los insectos comestibles en la transmisión de enfermedades parasitarias que pueden causar pérdidas significativas en su reproducción y pueden representar una amenaza para humanos y animales. El objetivo de este estudio fue identificar y evaluar las formas de desarrollo de los parásitos que colonizan insectos comestibles en granjas domésticas y tiendas de mascotas en Europa Central y determinar el riesgo potencial de infecciones parasitarias para humanos y animales.
https://www.cricketflours.com/ – https://ca.news.yahoo.com/worlds-largest-cricket-processing-plant-131606920.html – https://newspunch.com/canadian-company-plans-to-produce-2-billion-bugs-each-year-for-human-consumption
El material experimental comprendió muestras de insectos vivos (imagina) de 300 granjas domésticas y tiendas de mascotas, incluidas 75 granjas de gusanos de la harina, 75 granjas de grillos domésticos, 75 granjas de cucarachas silbantes de Madagascar y 75 granjas de langostas migratorias.
Se detectaron parásitos en 244 (81,33%) de 300 (100%) granjas de insectos examinadas. En 206 (68,67%) de los casos, los parásitos identificados fueron patógenos solo para insectos; en 106 (35,33%) casos los parásitos eran potencialmente parasitarios de los animales; y en 91 (30,33%) casos, los parásitos eran potencialmente patógenos para los humanos.
Los insectos comestibles son un reservorio subestimado de parásitos humanos y animales. Nuestra investigación indica el importante papel de estos insectos en la epidemiología de los parásitos patógenos de los vertebrados. El examen parasitológico realizado sugiere que los insectos comestibles pueden ser el vector de parásitos más importante para los animales insectívoros domésticos. Según nuestros estudios, la investigación futura debería centrarse en la necesidad de un control constante de las granjas de insectos estudiadas en busca de patógenos, aumentando así la seguridad de los alimentos.
Introducción al estudio sobre peligros con los parásitos en los insectos
La creciente demanda de alimentos nutritivos y de fácil digestión ha contribuido al surgimiento de nuevas fuentes de alimentos en el procesamiento agrícola. Los insectos comestibles se han incorporado en la categorías de alimentos infrautilizados con un alto valor nutricional [ 1 ]. Los insectos se cultivan para el consumo directo y para su uso en la producción de alimentos [ 2 ]. El concepto de “nuevos alimentos”, incluidos los insectos y sus partes, ha sido introducido por el Reglamento (UE) 2015/2238 del Parlamento Europeo y del Consejo, de 25 de noviembre de 2015, sobre nuevos alimentos, que entró en vigor el 1 de enero de 2018. Sin embargo, los insectos comestibles a menudo están infectados por patógenos y parásitos que causan pérdidas significativas en la producción [ 3 ].]. Estos patógenos también representan una amenaza indirecta para los humanos, el ganado y los animales exóticos. La mayoría de las empresas de cultivo de insectos en el mundo son negocios domésticos, y en Europa los insectos comestibles rara vez se producen a gran escala. En la Unión Europea, la entomofagia (ingesta de insectos) es rara y se considera un tabú cultural [ 4 ]. Más de 1900 especies de insectos se consideran comestibles. Los insectos comestibles más populares incluyen:
- gusanos de la harina ( Tenebrio molitor ) [ 5 ],
- grillos domésticos ( Acheta domesticus ) [ 4 ],
- cucarachas (Blattodea) [ 6 ] y
- langostas migratorias ( Locusta migrans ) [ 4 ].
Los gusanos de la harina
Los gusanos de la harina son escarabajos de la familia Tenebrionidae. Los escarabajos adultos generalmente miden entre 13 y 20 mm de largo y las larvas tienen una longitud de alrededor de 30 mm. Durante su breve ciclo de vida de 1 a 2 meses, las hembras ponen alrededor de 500 huevos. Uno de los mayores proveedores de gusanos de la harina del mundo es HaoCheng Mealworm Inc., que produce 50 toneladas de insectos vivos al mes y exporta 200 000 toneladas de insectos secos al año [ 7 ]. Los gusanos de la harina se utilizan en la nutrición humana y animal, y son una fuente de alimento popular para mascotas exóticas, incluidos reptiles e insectívoros. El valor nutricional de las larvas del gusano de la harina es comparable al de la carne y los huevos de gallina [ 8]. Los gusanos de la harina son fáciles de almacenar y transportar. Son abundantes en nutrientes de alta disponibilidad y se consideran una fuente de alimentación muy prometedora para la cría de aves y peces. Los gusanos de la harina también se pueden administrar a mascotas y ganado [ 4 ]. Los gusanos de la harina degradan eficazmente los desechos biológicos y la espuma de poliestireno [ 9 ]. Los parásitos del gusano de la harina más comunes incluyen Gregarine spp., Hymenolepis diminuta y ácaros de la familia Acaridae. Los gusanos de la harina son insectos modelo en la investigación parasitológica [ 10 – 12 ].
Hamburguesas de insectos de Alemania https://www.youtube.com/watch?v=riIG2cjKe80
El grillo doméstico
El grillo doméstico ( A. domesticus ) tiene una longitud de hasta 19 mm y su ciclo de vida dura de 2 a 3 meses. Es una fuente de alimento para reptiles, anfibios y arácnidos criados en cautiverio, incluidas las arañas de la familia Theraphosidae. Los humanos consumen grillos domésticos en forma de polvo o como extractos de proteínas [ 13 , 14 ]. Los grillos enteros se consumen directamente en Tailandia [ 1 ]. Estos insectos son frecuentemente infestados por Nosema spp., Gregarine spp. y Steinernema spp.
Cucaracha
Las cucarachas del orden Blattodea incluyen la cucaracha alemana ( Blattella germanica ), la cucaracha americana ( Periplaneta americana ), la cucaracha excavadora cubana ( Byrsotria fumigata ), la cucaracha silbante de Madagascar ( Gromphadorhina portentosa ), la cucaracha moteada ( Nauphoeta cinerea ), la cucaracha de Turkestán ( Shelfordella lateralis ) y cucaracha oriental ( Blatta orientalis ). Las cucarachas pueden vivir hasta 12 meses, y los individuos más grandes alcanzan hasta 8 cm de longitud. Las cucarachas forman parte de la cocina local en alguna regiones del mundo [ 15 ].
Langostas migratorias
Las langostas migratorias son miembros de la familia Acrididae, orden Orthoptera. Los insectos tienen hasta 9 cm de longitud y viven hasta 3 meses. Las langostas son consumidas por anfibios, reptiles y humanos, principalmente en África y Asia. Las langostas contienen hasta un 28 % de proteína y un 11,5 % de grasa, incluido hasta un 54 % de grasas insaturadas [ 16 ]. Nosema spp. y Gregarine spp. son los parásitos de langosta más frecuentes [ 17 ].
Materiales
El material experimental comprendió muestras de insectos vivos de 300 granjas domésticas y tiendas de mascotas, incluidas 75 granjas de gusanos de la harina, 75 granjas de grillos domésticos, 75 granjas de cucarachas silbantes de Madagascar y 75 granjas de langostas migratorias de Chequia, Alemania, Lituania, Polonia, Eslovaquia y Ucrania. Los propietarios/criadores de granjas domésticas y cultivos de tiendas de mascotas dieron permiso para que el estudio se realizara en sus granjas de insectos. Los estudios se realizaron en los años 2015-2018. Se probaron hasta 3 granjas desde una sola ubicación (por ejemplo, ciudad). El ganado de granja se compró a proveedores en Europa, Asia y África. Se obtuvieron cuarenta insectos de cada granja de gusanos de harina y grillos, y se agruparon en 4 muestras de 10 insectos cada una. Se tomaron muestras de diez insectos de cada granja de cucarachas y langostas, y se analizaron individualmente.
Parásitos patógenos para humanos y animales.
Cryptosporidium spp. son parásitos que colonizan los tractos digestivo y respiratorio de más de 280 especies de vertebrados e invertebrados. Se han relacionado con muchas enfermedades animales que implican diarrea crónica [ 62 – 64 ]. Según la literatura, los insectos pueden servir como vectores mecánicos de estos parásitos. Las moscas pueden ser vectores de Cryptosporidium spp. que transportan ooquistes en su tracto digestivo y contaminan los alimentos [ 65 , 66 ]. Los escarabajos peloteros [ 67 ] y las cucarachas [ 68 ] también pueden actuar como vectores mecánicos de estos parásitos en el medio ambiente. Sin embargo, la prevalencia de Cryptosporidiumsp. en insectos comestibles no ha sido documentada en la literatura. En nuestro estudio, Cryptosporidium spp. fueron detectados en el tracto digestivo y otras partes del cuerpo de todas las especies de insectos evaluadas. En nuestra opinión, los insectos son un vector subestimado de Cryptosporidium spp. y contribuyen significativamente a la propagación de estos parásitos.
Isospora spp. son protozoos cosmopolitas de la subclase Coccidia que causan una enfermedad intestinal conocida como isosporiasis. Estos parásitos suponen una amenaza tanto para los seres humanos (en particular, las personas inmunodeprimidas) como para los animales. El huésped se infecta al ingerir ovocitos y la infección se presenta principalmente con síntomas gastrointestinales (diarrea acuosa). Según la literatura, las cucarachas, las moscas y los escarabajos peloteros pueden actuar como vectores mecánicos de Isospora spp. [ 69 , 70 ]. En nuestro estudio, las granjas de insectos estaban contaminadas con este protozoario, lo que podría ser la causa de coccidiosis recurrente en insectívoros. Isospora spp. fueron detectados en la superficie del cuerpo y en el tracto intestinal de los insectos. En nuestra opinión, la presencia deIsospora spp. en insectos comestibles es el resultado de normas deficientes de higiene en las granjas de insectos.
Balantidium spp. Son protozoos cosmopolitas de la clase Ciliata. Algunas especies constituyen la flora comensal de los animales, pero también pueden causar una enfermedad conocida como balantidiasis. Según la literatura, estos protozoos son ubicuos en los insectos sinantrópicos [ 68 , 71 ]. En algunos insectos, Balantidium spp. se considera parte de la flora intestinal normal y puede participar en los procesos digestivos [ 72 ]. Los insectos pueden ser vectores de Balantidium spp. patógeno para humanos y animales [ 73 ]. En nuestro estudio, se detectaron ciliados potencialmente patógenos incluso en granjas de insectos con hábitats cerrados.
Entamoeba spp. son ameboides del grupo taxonómico Amoebozoa que son parásitos internos o comensales en humanos y animales. La mayoría de las Entamoeba spp., incluidas E. coli , E. dispar y E. hartmanni , identificadas en nuestro estudio pertenecen a la microflora intestinal comensal no patógena. Sin embargo, E. histolytica patógena [ 74 ] y E. invadens también se detectaron en el estudio presentado. Entamoeba histolytica puede causar disentería en humanos y animales, mientras que E. invadens es particularmente peligrosa para animales insectívoros como reptiles y anfibios. Otros autores demostraron queE. histolytica es transmitida por insectos en el entorno natural [ 68 , 75 ].
Los cestodos colonizan insectos como huéspedes intermediarios. Los cisticercoides, la etapa larval de tenias como Dipylidium caninum , Hymenolepis diminuta , H. nana , H. microstoma , H. citelli , Monobothrium ulmeri y Raillietina cesticillus , se han identificado en insectos [ 76 – 78 ]. Los insectos han desarrollado mecanismos inmunológicos que inhiben el desarrollo de estos parásitos [ 78 , 79 ]. Las tenias pueden inducir cambios de comportamiento en los insectos, como una disminución significativa de la actividad y el comportamiento fotofóbico [ 80 ].]. Los cambios de comportamiento pueden hacer que los huéspedes definitivos consuman insectos que contienen cisticercoides. Nuestro estudio demostró que las granjas de insectos que están expuestas al contacto con animales y las granjas que se complementan con insectos de fuentes externas tienen un mayor riesgo de infección por tenia. Se informaron resultados similares en estudios de insectos sinantrópicos [ 81 , 82 ]. En nuestro estudio, se detectaron tanto cisticercoides como huevos, lo que sugiere que las granjas pueden estar expuestas continuamente a fuentes de infección. Sin embargo, las correlaciones entre los insectos comestibles y la prevalencia de la teniasis en humanos y animales nunca se han investigado en detalle. Se ha demostrado que la temperatura influye significativamente en el desarrollo de larvas de tenia en insectos [ 83 , 84]. En nuestra opinión, el mantenimiento de temperaturas más bajas en las granjas de insectos podría disminuir sustancialmente el éxito reproductivo de las tenias, y los insectos comestibles podrían procesarse térmicamente antes del consumo para minimizar el riesgo de infección por tenias. Los resultados de nuestro estudio indican que los insectos comestibles juegan un papel importante en la transmisión de tenias a aves, animales insectívoros y humanos.
Pharyngodon spp. son nematodos parásitos que colonizan animales exóticos tanto en ambientes salvajes como en cautiverio [ 85 , 86 ]. Estos parásitos son más frecuentes en las mascotas cautivas que en los animales salvajes [ 85 , 86 ], lo que podría estar relacionado con los insectos comestibles. En nuestro estudio, los insectos que tuvieron contacto previo con animales fueron significativamente más frecuentes como vectores de Pharyngodon spp. nuestros resultados indican que los insectos actúan como vectores mecánicos para la transmisión de las formas de desarrollo del parásito. El papel de los insectos como huéspedes definitivos de Pharyngodon spp. no ha sido confirmado por la investigación. Infecciones humanas causadas por Pharyngodonsp. se había observado en el pasado [ 87 ], pero estos nematodos ya no son factores de riesgo significativos de posibles enfermedades zoonóticas.
Productos a base de grillos – https://entomofarms.com/
Physaloptera spp. forman quistes en el hemocoel del huésped aproximadamente 27 días después de la ingestión [ 88 ]. Cawthorn y Anderson [ 89 ] demostraron que los grillos y las cucarachas pueden actuar como huéspedes intermedios de estos nematodos. Nuestro estudio es el primer informe que indica que Physaloptera spp. puede ser transmitida por gusanos de la harina y langostas migratorias. Los insectos pueden actuar como vectores en la transmisión de estos parásitos, en particular a los mamíferos insectívoros. A pesar de lo anterior, los huéspedes definitivos no siempre están infectados [ 88 , 89 ]. Las cucarachas juegan un papel importante en la transmisión de los parásitos discutidos, incluidos los jardines zoológicos [ 90]. Un estudio de escarabajos de la harina infectados experimentalmente ( Tribolium confusum ) demostró que los espirúridos también pueden influir en el comportamiento de los insectos [ 91 ]. Los cambios de comportamiento aumentan el riesgo de que los insectívoros seleccionen individuos infectados.
Spiruroidea son nematodos parásitos que requieren huéspedes intermediarios invertebrados, como escarabajos coprófagos o cucarachas, para completar su ciclo de vida [ 92 ]. En los saltamontes, Spirura infundibuliformis alcanza la etapa infectiva en 11-12 días a una temperatura ambiente de 20-30°C [ 93 ]. La investigación ha demostrado que estos insectos son reservorios de Spiruroidea en el entorno natural [ 94 ]. Estos parásitos forman quistes en músculos de insectos, hemocoel y túbulos de Malpighian. Colonizan principalmente animales, pero también se han reportado infecciones en humanos. Según Haruki et al. [ 95 ], Spiruroidea puede infectar a humanos que accidentalmente consumen huéspedes intermedios o beben agua que contiene larvas L3 de Gongylonemaspp. (nematodos de la superfamilia Spiruroidea). La prevalencia de Spiruroidea en insectos nunca se ha estudiado en insectos centroeuropeos. En nuestro estudio, estos nematodos se identificaron principalmente en granjas que importaban insectos de fuera de Europa.
Los acantocéfalos son endoparásitos obligatorios del tracto digestivo de peces, aves y mamíferos, y sus larvas (acanthor, acanthella, cystacanth) son transmitidas por invertebrados. Nunca se ha estudiado la prevalencia de estos parásitos en insectos silvestres. En las cucarachas, las especies de Acanthocephala como Moniliformis dubius y Macracanthorhynchus hirudinaceus penetran la pared intestinal y alcanzan el hemocele [ 96 ]. La membrana externa del acantor forma protuberancias similares a microvellosidades que envuelven las larvas en etapa temprana [ 97 ]. La influencia de los acantocéfalos en la fisiología de los insectos ha sido ampliamente investigada. La presencia de larvas de Moniliformis moniliformis en hemocoel de cucaracha disminuye la reactividad inmune.98 ], lo que, en nuestra opinión, puede contribuir a infecciones secundarias. Los gusanos de cabeza espinosa influyen en la concentración de fenoloxidasa, una enzima responsable de la síntesis de melanina en el sitio de la lesión y alrededor de los patógenos en la hemolinfa [ 99 , 100 ]. No hay estudios publicados que describan el impacto de los acantocéfalos en el comportamiento de los insectos. Un estudio de crustáceos demostró que las formas de desarrollo de estos parásitos aumentaron significativamente los niveles de glucógeno y disminuyeron el contenido de lípidos en las hembras [ 101 ]. Los gusanos de cabeza espinosa también comprometen el éxito reproductivo de los crustáceos [ 102]. Se necesita más investigación sobre los artrópodos para determinar la seguridad de los insectos como fuentes de alimentos y piensos ( Alimento que se da al ganado y otros animales, consistente en pequeños trozos de comida prensada y deshidratada). Se han detectado acantocéfalos en reptiles insectívoros [ 103 ], lo que podría indicar que los insectos pueden actuar como vectores para la transmisión de formas de desarrollo parasitarias.
Los pentastomidos son artrópodos endoparásitos que colonizan el tracto respiratorio y las cavidades corporales de reptiles salvajes y cautivos [ 104 ]. La pentastomiasis se considera una enfermedad zoonótica, en particular en los países en desarrollo [ 105 ]. La presencia de ácaros, que se asemejan a ninfas de pentastómidos durante las observaciones microscópicas, debe descartarse al diagnosticar pentastomiasis en granjas de insectos. El papel de los insectos de huéspedes intermedios/vectores de ninfas de pentastómidos aún no se ha dilucidado por completo. Sin embargo, Winch y Riley [ 106 ] encontraron que los insectos, incluidas las hormigas, son capaces de transmitir gusanos de la lengua y que las cucarachas son refractarias a la infección por Raillietiella gigliolii . Esslinger [ 107 ] y Bosch [108 ], demostró que Raillietiella spp. confían en los insectos como huéspedes intermedios. Nuestro estudio confirmó la posibilidad anterior, pero no pudimos identificar los factores que hacen que los insectos seleccionados sean los huéspedes intermedios preferidos. La elección del huésped intermediario probablemente esté determinada por la especie del parásito. No pudimos identificar ninfas de pentastómidos a nivel de especie debido a la ausencia de datos morfométricos detallados. Nuestros resultados y los hallazgos de otros autores sugieren que los insectos podrían ser vectores importantes para la transmisión de pentastómidos a reptiles y anfibios [ 106 , 109 ].
Los insectos también pueden ser un vector/reservorio bacteriano
Los insectos también pueden ser un vector/reservorio bacteriano, pero actualmente no hay datos disponibles para pruebas bacteriológicas en la cría de insectos. Se ha demostrado que los insectos pueden ser un factor epidemiológico importante en la transmisión de enfermedades bacterianas [ 3 ]. Una de las bacterias más importantes que transmiten los insectos incluye Campylobacter spp. [ 118 ] y Salmonella spp. [ 119 ]. Kobayashi et al. [ 120 ] mostró que el insecto también puede ser un vector de Escherichia coli 0157:H7. Las cucarachas de vida libre albergaban organismos patógenos como Escherichia coli , Streptococcus Group D, Bacillus spp.,Klebsiella pneumoniae y Proteus vulgaris [ 121 ]. Los estudios in vitro han demostrado que algunas especies de insectos también pueden ser el reservorio de Listeria monocytogenes [ 122 ]. En nuestra opinión, la investigación adicional también debería centrarse en la seguridad microbiológica de la cría de insectos comestibles.
Debido al hecho de que la identificación de parásitos se basó en métodos morfológicos y morfométricos, la investigación molecular adicional debe centrarse en la determinación precisa de especies individuales de parásitos identificados para determinar la amenaza real para la salud pública.
Los resultados de este estudio indican que los insectos comestibles juegan un papel importante en la epidemiología de las enfermedades parasitarias en vertebrados. Los insectos comestibles actúan como vectores importantes para la transmisión de parásitos a las mascotas insectívoras.
Las granjas de insectos que no cumplen con las normas de higiene o se establecen en lugares inadecuados (p. ej., casas) pueden presentar riesgos directos e indirectos para humanos y animales. Por lo tanto, las granjas que suministran insectos comestibles deben ser monitoreadas regularmente en busca de parásitos para garantizar la seguridad de las fuentes de alimentos y piensos.
La cantidad de parásitos está relacionada con la causa de enfermedades humanas y animales, por lo tanto, en el futuro se deben realizar estudios cuantitativos de la intensidad de los parásitos en las granjas de insectos. En nuestra opinión, el método más confiable de investigación cuantitativa sería el método de PCR en tiempo real. También se deben desarrollar estándares de bienestar de insectos y métodos analíticos para minimizar las pérdidas de producción y eliminar efectivamente los patógenos de las granjas.
Propaganda del Foro Económico Mundial (Grupo Vanguard) – https://www.weforum.org/agenda/2021/07/why-we-need-to-give-insects-the-role-they-deserve-in-our-food-systems/
Referencias
1. Hanboonsong Y, Jamjanya T Durst PB. Ganado de seis patas: cultivo, recolección y comercialización de insectos comestibles en Tailandia . Organización para la Agricultura y la Alimentación de la Oficina Regional de las Naciones Unidas para Asia y el Pacífico Bangkok; 2013. [ Google académico ]
2. Sanchez-Muros MJ, Barroso FG, Manzano-Agugliaro F. La harina de insectos como fuente renovable de alimento para la alimentación animal: una revisión . LJ Limpio Prod . 2014; 65 :16–27. 10.1016/j.jclepro.2013.11.068 [ CrossRef ] [ Google Académico
3. Belluco S, Losasso C, Maggioletti M, Alonzi CC, Paoletti MG, Ricci A. Insectos comestibles en una perspectiva nutricional y de seguridad alimentaria: una revisión crítica . Compr Rev Food Sci Seguridad alimentaria . 2013; 12 :296–313. 10.1111/1541-4337.12014 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
4. Van Huis A, Van Itterbeeck J, Klunder H, Mertens E, Halloran A, Muir G, Vantomme P. Insectos comestibles: perspectivas futuras para la seguridad de alimentos y piensos (No. 171) . Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación; 2013. [ Google académico ]
5. Ghaly AE, Alkoaik FN. El gusano amarillo de la harina como nueva fuente de proteína . J Agric Biol Sci . 2009; 4 :319–331 10.3844/ajabssp.2009.319.331 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
6. Feng Y, Chen XM, Zhao M, He Z, Sun L, Wang CY, Ding WF. Insectos comestibles en China: utilización y perspectivas . Ciencia de insectos . 2018; 25 :184–198. 10.1111/1744-7917.12449 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
7. Anónimo. Acerca de HaoCheng Mealworms Inc. 2013 [citado el 22 de junio de 2018]. En: sitio web de HaoCheng Mealworms Inc. [Internet]. Disponible en: http://www.hcmealworm.com
8. Siemianowska E, Kosewska A, Aljewicz M, Skibniewska KA, Polak-Juszczak L, Jarocki A, Jedras M. Las larvas del gusano de la harina ( Tenebrio molitor L.) como nuevo alimento europeo . Ciencias Agrícolas 2013; 4 : 287. [ Google académico ] [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Cross Ref ] 9. Bakula T., Obremski K. Galecki R. Tenebrionidae puede comer poliestireno INSECTA ® 2016 Simposio internacional sobre insectos como alimento, alimento y no alimento; 2016.
10. Sheiman IM, Shkutin MF, Terenina NB, Gustafsson MK. Un estudio de comportamiento del escarabajo Tenebrio molitor infectado con cisticercos de la tenia de rata Hymenolepis diminuta . Naturwissenschaften . 2006; 93 :305–308. 10.1007/s00114-006-0103-4 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
11. Dhakal S, Meyling NV, Williams AR, Mueller-Harvey I, Fryganas C, Kapel CM. FredensborgBL. Eficacia de taninos condensados contra larvas de Hymenolepis diminuta (Cestoda) in vitro y en el huésped intermedio Tenebrio molitor (Coleoptera) in vivo . Parasitol veterinario . 2015; 207 : 49–55. 10.1016/j.vetpar.2014.11.006 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
12. Xie W, Racz GR., Terry BS, Gardner SL. Un método para medir la fuerza de unión del cestodo Hymenolepis diminuta al intestino de rata . J Helmintol . 2016; 91 :1–5. [ PubMed ] [ Google Académico ]
13. DeFoliart GR, Finke MD, Sunde ML. Valor potencial del grillo mormón (Orthoptera: Tettigoniidae) cosechado como alimento rico en proteínas para aves de corral . J Econ Entomol . mil novecientos ochenta y dos; 75 :848–852. 10.1093/jee/75.5.848 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ]
14. Zhong A. Consideraciones de desarrollo de productos para una barra rica en nutrientes que usa proteína de grillo ( Acheta domesticus ). Universidad Estatal de California, Long Beach; 2017.
15. Bodenheimer FS. Los insectos como alimento humano . puente; Países Bajos; 1951. [ Google académico ]
16. King FS, Burgess A., Quinn VJ, Osei AK. Nutrición para los países en desarrollo . Prensa de la Universidad de Oxford; 2015. [ Google académico ]
17. Shi WP, Wang YY, Lv F, Guo C, Cheng X. Persistencia de Paranosema (Nosema) locustae (Microsporidia: Nosematidae) entre las poblaciones de saltamontes (Orthoptera: Acrididae) en los pastizales de Mongolia Interior, China . BioControl . 2009; 54 :77–84. 10.1007/s10526-008-9153-1 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
18. Fries I, Chauzat MP, Chen YP, Doublet V, Genersch E, Gisder S, Paxton RJ. Métodos estándar para la investigación de Nosema . J. Apic. Res . 2013; 52 : 1–28. 10.3896/IBRA.1.52.4.19 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
19. Fayer R, Morgan U, Upton SJ. Epidemiología de Cryptosporidium: transmisión, detección e identificación . Int J Parasitol . 2000; 30 :1305–1322. 10.1016/S0020-7519(00)00135-1 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
20. Rueckert S, Simdyanov TG, Aleoshin VV, Leander BS. Identificación de un clado de secuencia de ADN ambiental divergente utilizando la filogenia de parásitos gregarinos (Apicomplexa) de huéspedes crustáceos . PLoS Uno 2011; 6 :e18163 10.1371/journal.pone.0018163 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
21. Bowman DD. Parasitología de Georgis para veterinarios . Ciencias de la Salud de Elsevier; 2014. [ Google académico ]
22. Kudo RR. Estudios sobre Nyctotherus ovalis Leidy con especial referencia a su estructura nuclear . Arco Protistenk . 1936; 87 :10–42. [ Google académico ]
23. Voge MARIETTA. Estudios en histología cisticercoide. I. Observaciones sobre el cisticercoide completamente desarrollado de Hymenolepis diminuta (Cestoda: Cyclophyllidea) . En Proc Helminthol Soc Wash . 1960; 27 :32–36. [ Google académico ]
24. Schmidt-Rhaesa A, Hanelt B, Reeves WK. Redescripción y compilación de Nematomorpha (Gordiida) de agua dulce del Neártico, con la descripción de dos nuevas especies . Proc Acad Nat Sci Phila . 2003; 153 :77–117. 10.1635/0097-3157(2003)153[0077:RACONF]2.0.CO;2 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
25. http://www.nematomorpha-.net/Images.html
26. Chitwood BG. Una sinopsis de los nematodos parásitos en insectos de la familia Blattidae . Parásito Res . 1932; 5 :14–50. [ Google académico ]
27. Bouamer S, Serge M. Descripción de Tachygonetria combesi n. sp. y redescripciones de cuatro especies de Tachygonetria Wedl, 1862 (Nematoda: Pharyngodonidae), con un nuevo diagnóstico del género . Sistema Parasitol . 2002; 53 :121–139. 10.1023/A:1020443905905 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
28. Basir MA. Sobre una larva de Physaloptera de un insecto . Puede J Res . 1948; 26 :197–200. 10.1139/cjr48d-015 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
29. Anantaraman M, Jayalakshmi N. Sobre la historia de vida de Spirocerca lupi (Rudolphi, 1809), un nematodo de perros en la India . Proc Natl Acad Sci India Secta B Hervir Sci . 1963; 58 :137–147. [ Google académico ]
30. Gottlieb Y, Markovics A, Klement E, Naor S, Samish M, Aroch I, Lavy E. Caracterización de Onthophagus sellatus como el principal huésped intermedio del gusano esofágico del perro Spirocerca lupi en Israel . Parasitol veterinario . 2011; 180 :378–382. 10.1016/j.vetpar.2011.03.008 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ] [ PubMed ] 31. Nguyen KB, Smart GC Jr. Morfometría de juveniles infectivos de Steinernema spp. y Heterorhabditis bacteriophora (Nemata: Rhabditida) . J. Nematol . 1995; 27 : 206 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Google Scholar
32. Basir MA. Nematodos parásitos de cucarachas indias . Proc Natl Acad Sci India Sección B Biol Sci . 1940; 12 :8–16 [ Google Académico ]
33. Ravindranath MH, Anantaraman S. El cistacanto de Moniliformis moniliformis (Bremser, 1811) y su relación con los hemocitos del huésped intermedio ( Periplaneta americana ) . Z Parasitenkd . 1977; 53 :225–237. 10.1007/BF00380467 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
34. McDonald ME. Clave para Acanthocephala reportada en aves acuáticas . Servicio de Pesca y Vida Silvestre Madison Wi Centro Nacional de Investigación de Salud de Vida Silvestre; 1988. [ Google académico ]
35. Christoffersen ML, De Assis JE. Una monografía sistemática de Pentastomida reciente, con una compilación de su anfitrión Cephalobaena Heymons, 1922 . Zool Meded . 2013; 87 :1–145. [ Google académico ]
36. Colloff MJ. Taxonomía e identificación de los ácaros del polvo . alergia _ 1998; 53 :7–12. 10.1111/j.1398-9995.1998.tb04989.x [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
37. Carter GR, Cole JR Jr. Procedimiento de diagnóstico en bacteriología y micología veterinaria . Prensa Académica; 2012. [ Google académico ]
38. Zuk M. Los efectos de los parásitos gregarinos sobre la longevidad, la pérdida de peso, la fecundidad y el tiempo de desarrollo en los grillos de campo Gryllus veletis y G. pennsylvanicus . Ecol Entomol . 1987; 12 :349–354. 10.1111/j.1365-2311.1987.tb01014.x [ CrossRef ] [ Google Académico ]
39. Lopes RB, Alves SB. Efecto de Gregarina sp. parasitismo sobre la susceptibilidad de Blattella germanica a algunos agentes de control . J Invertebr Pathol . 2005; 88 :261–264. 10.1016/j.jip.2005.01.010 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
40. Van der Geest LPS, Elliot SL, Breeuwer J, Beerling EAM. Enfermedades de los ácaros . Exp Appl Acarol . 2000; 24 :497–560. 10.1023/A:1026518418163 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
41. Johny S, Merisko A, Whitman DW. Eficacia de once antimicrobianos contra un parásito gregarino (Apicomplexa: Protozoa) . Ann Clin Microbiol Antimicrobiano . 2007; 6:15 10.1186/1476-0711-6-15 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
42. Pong WW, Xu Y., Kunkel JG. ¿Participan los gregarinos en el asma infantil? 2000 [citado el 20 de junio de 2018]. En: Sitio web de la Universidad de Massachusetts Amherst [Internet]. Massachusetts. Disponible en: http://www.bio.umass.edu/biology/kunkel/gregarine/pong/poster.html
43. Park M, Boys EL, Yan M, Bryant K, Cameron B, Desai A, Thomas PS, Tedia NT. Neumonitis por hipersensibilidad causada por el grillo doméstico, Acheta domesticus . J Clin Cell Immunol . 2014; 5 :248 10.4172/2155-9899.1000248 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
44. Palmer L. Insectos comestibles como fuente de alérgenos alimentarios. disertaciones, tesis e investigaciones estudiantiles en ciencia y tecnología de alimentos; 2016.
45. Henry JE. Aplicación experimental de Nosema locustae para el control de saltamontes . J Invertebr Pathol . 1971; 18 :389–394. 10.1016/0022-2011(71)90043-7 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
46.Ewen AB, Mukerji MK. Evaluación de Nosema locustae (Microsporida) como agente de control de las poblaciones de saltamontes en Saskatchewan . J Invertebr Pathol . 1980; 35 :295–303. 10.1016/0022-2011(80)90165-2 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
47. Lockwood JA, Bomar CR, Ewen AB. La historia del control biológico con Nosema locustae: lecciones para el manejo de langostas . Int J Trop Insect Sci . 1999; 19 :333–350. 10.1017/S1742758400018968 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
48. Lange CE, De Wysiecki ML. El destino de Nosema locustae (Microsporida: Nosematidae) en saltamontes argentinos (Orthoptera: Acrididae) . Control biológico , 1996; 7 :24–29. 10.1006/bcon.1996.0059 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
49. Johnson DL, Pavlikova E. Reducción del consumo por saltamontes (Orthoptera: Acrididae) infectados con Nosema locustae Canning (Microsporida: Nosematidae) . J Invertebr Pathol . 1986; 48 :232–238. 10.1016/0022-2011(86)90128-X [ CrossRef ] [ Google Académico ]
50. Kudo RR. Protozoología , 4ª ed. Springfield Thomas III; 1954. [ Google académico ]
51. Zuk M. Los efectos de los parásitos gregarinos, el tamaño del cuerpo y la hora del día en la producción de espermatóforos y la selección sexual en grillos de campo . Comportamiento Ecol Sociobiol . 1987; 21 :65–72. 10.1007/BF00324437 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ]
52. Marden JH, Cobb JR. Éxito territorial y de apareamiento de libélulas que varían en la producción de potencia muscular y la presencia de parásitos intestinales gregarinos . Animación Comportamiento _ 2004; 68 : 857–865. 10.1016/j.anbehav.2003.09.019 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
53. Gijzen HJ, van der Drift C, Barugahare M, op den Camp HJ. Efecto de la dieta del huésped y la composición microbiana del intestino posterior sobre la actividad celulolítica en el intestino posterior de la cucaracha americana, Periplaneta americana . Aplicación J. Reinar. microbiol _ 1994; 60 :1822–1826. [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Google Scholar ]
54. Satbige AS, Kasaralikar VR, Halmandge SC, Rajendran C. Nyctotherus sp. infección en tortuga mascota: reporte de un caso . J. parásito. Dis . 2016; 42 :590–592. [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Google Scholar ] [ PubMed ] 55. Sayad WY, Johnson VM, Faust EC. Parasitización humana con Gordius robustus . JAMA _ 1936; 106 :461–462. 10.1001/ja.1936.92770060001010 [ CrossRef ] [ Google Scholar ] [ PubMed ] 56. Bolek MG. Registros de gusanos crin de caballo Paragordius varius , Chordodes morgani y Gordius robustus (Nematomorpha) de Indiana . J Agua dulce Ecol . 2000; 15 :421–423. 10.1080/02705060.2000.9663760 [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
57. Hong EJ, Sim C, Chae JS., Kim HC, Park J, Choi KS, Yu DH, Yoo JG, Park BK. Un gusano crin, Gordius sp.(Nematomorpha: Gordiida), excretado en heces caninas . Coreano J Parasitol . 2015; 53 :719–724. 10.3347/kjp.2015.53.6.719 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
58. Taylor RL. Daño tisular inducido por un nematodo oxiuroide, Leidynema sp., en el intestino posterior de la cucaracha de Madeira, Leucophaea maderae . J Invertebr Pathol . 1968; 11 :214–218. 10.1016/0022-2011(68)90151-1 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
59. Capinera JL. Enciclopedia de entomología . Medios de comunicación de ciencia y negocios de Springer; 2008. [ Google académico ]
60. McCallister GL. El efecto de Thelastoma bulhoesi y Hammerschmidtiella diesingi (Nematoda: Oxyurata) sobre el tamaño y la fisiología del huésped en Periplaneta americana (Arthropoda: Blattidae) . Proc Helminthol Soc Wash . 1988; 55 :12–14. [ Google académico ]
61. Cranshaw WS, Zimmerman R. Nematodos parásitos de insectos . Extensión de la Universidad Estatal de Colorado; 2005. [ Google académico ]
62. Panciera RJ, Thomassen RW Garner FM. Infección criptosporidial en un ternero . Patol veterinario . 1971; 8 :479–484. 10.1177/0300985871008005-00610 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
63. Galecki R, Sokol R. Cryptosporidium canis y C. felis como un riesgo potencial para los humanos . Pol J Natur. SC . 2015; 30 :203–212. [ Google académico ]
64. Galecki R, Sokol R. Tratamiento de la criptosporidiosis en iguanas verdes cautivas ( Iguana iguana ) . Parasitol veterinario . 2018; 252 :17–21. 10.1016/j.vetpar.2018.01.018 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
65. Graczyk TK, Cranfield MR, Fayer R, Bixler H. Moscas domésticas (Musca domestica) como anfitriones de transporte de Cryptosporidium parvum . Am J Trop Med Hyg . 1999; 61 :500–504. 10.4269/ajtmh.1999.61.500 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
66. Graczyk TK, Grimes BH, Knight R, Szostakowska B, Kruminis-Lozowska W, Racewicz M, Tamang L, Dasilva AJ, Myjak P. Transmisión mecánica de ooquistes de Cryptosporidium parvum por moscas . Wiad Parasitol . 2004; 50 : 243–247. [ PubMed ] [ Google Académico ]
67. Conn DB, Neslund S, Niemeyer R, Tamang L, Graczyk TK. Escarabajos peloteros (Insecta: Coleoptera) como diseminadores de Cryptosporidium parvum viable en un complejo agrícola multiespecies. Resumen 10° Int. Wkshps Opportun Protistas, Boston, MA; 2008.
68. Chamavit P, Sahaisook P, Niamnuy N. La mayoría de las cucarachas de la provincia de Samutprakarn de Tailandia son portadoras de organismos parásitos . EXCL J. 2011; 10 :218–222. [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Google Scholar ]
69. Graczyk TK, Knight R, Gilman RH. Sr. Cranfield. El papel de las moscas que no pican en la epidemiología de las enfermedades infecciosas humanas . Los microbios infectan . 2001; 3 :231–235. 10.1016/S1286-4579(01)01371-5 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ] [Artículo gratuito de PMC] [PubMed] 70. Tatfeng YM, Usuanlele MU, Orukpe A, Digban AK, Okodua M, Oviasogie F, Turay AA. Transmisión mecánica de organismos patógenos: el papel de las cucarachas . J Vect Borne Dis . 2005; 42 : 129–134. [ PubMed ] [ Google Académico
[ PubMed ] 71. Golemansky VG, Lipa J, Pilarska DK, Todorov MT. Parásitos unicelulares (Protozoa: Eugregarinidae, Microsporidae & Trychostomatidae) de los insectos ortópteros (Insecta: Orthoptera) en Bulgaria . Acta Zool Bulg . 1998; 50 : 123–135. [ Google académico ]72. Boucias DG, Pendland JC. Principios de la patología de los insectos . Medios de comunicación de ciencia y negocios de Springer; 2012. [ Google académico ]
73. Adeleke MA, Akatah HA, Hassan AO, Sam-Wobo SO, Famodimu TM, Olatunde GO, Mafiana CF. Implicación de las cucarachas como vectores de parásitos gastrointestinales en partes de Osogbo, suroeste de Nigeria . Mun Ent Zool . 2012; 7 :1106–1110. [ Google académico ]
74. Tanyuksel M, Petri WA. Diagnóstico de laboratorio de amebiasis . Clin Microbiol Rev. 2003; 16 :713–729. 10.1128/CMR.16.4.713-729.2003 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
75. Khan AR, Huq F. Agentes de enfermedades transportados por moscas en la ciudad de Dacca . Boletín del Consejo Med Res de Bangladesh . 1978; 4 :86–93. [ PubMed ] [ Google Académico ]
76. Luttermoser GW. Las larvas del escarabajo de la harina como huéspedes intermedios de la tenia de las aves de corral Raillietina cesticillus . Poult Sci . 1940; 19 : 177–179. 10.3382/ps.0190177 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ]
77. Calentine RL, Mackiewicz JS. Monobothrium ulmeri n. sp. (Cestoda: Caryophyllaeidae) de Catostomidae norteamericanos . Trans Am Microsc Soc . 1966; 85 :516–520. 10.2307/3224475 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
78. Heyneman D, Voge M. Respuesta del huésped del escarabajo de la harina, Tribolium confusum , a infecciones con Hymenolepis diminuta , H. microstoma y H. citelli (Cestoda: Hymenolepididae) . J Parasitol . 1971; 57 :881–886. 10.2307/3277820 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
79. Lackie AM. Mecanismos inmunes en insectos . Parasitol hoy . 1988; 4 :98–105. 10.1016/0169-4758(88)90035-X [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
80. Hurd H, Fogo S. Cambios inducidos por Hymenolepis diminuta (Cestoda) en el comportamiento del huésped intermediario Tenebrio molitor (Coleoptera) . Can J Zool . 1991; 69 :2291–2294. 10.1139/z91-321 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ]
81. Joven PL. Estudios sobre la transmisión de huevos de helmintos por cucarachas . proc. Oklahoma Acad. ciencia _ 1975; 55 :169–174. [ Google académico ]
82. Hamza H, Mahdi M. Parásitos de la cucaracha Periplaneta americana (L.) en la provincia de Al-Diwaniya, Irak . J Thi-Qar Sci . 2010; 2 :1–12. [ Google académico ]
83. Heyneman D. Efecto de la temperatura en la tasa de desarrollo y viabilidad del cestodo Hymenolepis nana en su huésped intermedio . Exp. Parasitol . 1958; 7 :374–382. 10.1016/0014-4894(58)90033-X [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
84. Voge M. Observaciones sobre el desarrollo y la sensibilidad a altas temperaturas de los cisticercos de Raillietina cesticillus e Hymenolepis citelli (Cestoda: Cyclophyllidea) . J Parasitol . 1961; 47 :839–841. [ PubMed ] [ Google Académico ]
85. McAllister CT. Parásitos helmintos de lagartijas cola de látigo unisexuales y bisexuales (Teiidae) en América del Norte. II. El látigo de Nuevo México ( Cnemidophorus neomexicanus ) . J Wildl Dis . 1990; 26 :403–406. 10.7589/0090-3558-26.3.403 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
86. Saehoong P, Wongsawad C. Helmintos en lagartijas domésticas (Reptilia: Gekkonidae) . Sudeste asiático J Trop Med . 1997; 28 :184–189. [ PubMed ] [ Google Académico ]
87. Sianto L, Teixeira-Santos I, Chame M, Chaves SM, Souza SM, Ferreira LF. Reinhard K, Araujo A. Comer lagartijas: un hábito milenario evidenciado por la Paleoparasitología . Notas BMC Res 2012; 5 :586 10.1186/1756-0500-5-586 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
88. Alicatá, JE. Desarrollo larvario del nematodo espirúrido, Physaloptera turgida , en la cucaracha Blattella germanica . Documentos sobre Helmintología 1937: 11-14.
89. Cawthorn RJ, Anderson RC. Reacciones celulares de grillos de campo ( Achetapennsylvanicus Burmeister ) y cucarachas alemanas (Blatella germanica L.) a Physaloptera maxillaris Molin (Nematoda: Physalopteroidea) . Can J Zool . 1977; 55 :368–375. 10.1139/z77-050 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
90. Montali RJ, Gardiner CH, Evans RE, Bush RM. Pterygodermatites nycticebi (Nematoda: Spirurida) en tití león dorado . Lab Anim Sci . 1983; 33 :194–197. [ PubMed ] [ Google Académico ]
91. Schutgens M, Cook B, Gilbert F, Behnke JM. Cambios de comportamiento en el escarabajo de la harina Tribolium confusum infectado con el nematodo espirúrido Protospirura muricola . J Helmintol . 2015; 89 :68–79. 10.1017/S0022149X13000606 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
92. Bowman DD. Parásitos internos Manejo de Enfermedades Infecciosas en Refugios de Animales . Ames: Wiley–Blackwell Publishing, 209–222;2009. [ Google académico ]
93. Anderson RC, Barnes ET, Bartlett CM. Reestudio de Spirura infundibuliformis McLeod, 1933 (Nematoda: Spiruroidea) de Spermophilus richardsonii , con observaciones sobre su desarrollo en insectos . Can J Zool . 1993; 71 :1869–1873. 10.1139/z93-266 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ]
94. Chabaud AG. Sobre el ciclo evolutivo de Espirúridos y Nematodos con biología comparable. Valor sistemático de los caracteres biológicos . Ann Parasitol. Compensación de zumbido . 1954; 29 :42–88. [ PubMed ] [ Google Académico ] [Artículo gratuito de PMC] [PubMed] 95. Haruki K, Furuya H, Saito S, Kamiya S, Kagei N. Infección por Gongylonema en el hombre: un primer caso de gongylonemosis en Japón . helmintología . 2005; 42 : 63–66. [ Google académico ]
96. Robinson ES, Strickland BC. Respuestas celulares de Periplaneta americana a larvas de acantocéfalos . Exp. Parasitol . 1969; 26 :384–392. 10.1016/0014-4894(69)90132-5 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
97. Rotheram S., Crompton DWT. Observaciones sobre la relación temprana entre Moniliformis dubius (Acanthocephala) y los hemocitos del huésped intermediario, Periplaneta americana . Parasitología . 1972; 64 :15–21. 10.1017/S0031182000044607 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
98. Lackie AM, Holt R. Inmunosupresión por larvas de Moniliformis moniliformis (Acanthocephala) en su huésped cucaracha ( Periplaneta americana ) . Parasitología . 1989; 98 :307–314. 10.1017/S0031182000062235 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
99. Volkmann A. Localización de fenoloxidasa en el intestino medio de Periplaneta americana parasitada por larvas de Moniliformis moniliformis (Acanthocephala) . Parasitol Res . 1991; 77 :616–621. 10.1007/BF00931025 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
100. Eleftherianos I, Revenis C. Papel e importancia de la fenoloxidasa en la hemostasia de insectos . J Inmunidad Innata . 2011; 3 :8–33. 10.1159/000321931 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
101. Plaistow SJ, Troussard JP, Cézilly F. El efecto del parásito acantocéfalo Pomphorhynchus laevis sobre el contenido de lípidos y glucógeno de su huésped intermedio Gammarus pulex . Int J Parasitol . 2001; 31 :346–351. 10.1016/S0020-7519(01)00115-1 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
102. Bollache L, Rigaud T, Cézilly F. Efectos de dos parásitos acantocéfalos sobre la fecundidad y el estado de apareamiento de la hembra Gammarus pulex (Crustacea: Amphipoda) . J Invertebr Pathol . 2002; 79 :102–110. 10.1016/S0022-2011(02)00027-7 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
103. Smales LR. Acantocéfalos de algunas ranas y sapos (Anura) y camaleones (Squamata) de Tanzania con la descripción de una nueva especie . J Parasitol . 2005; 91 :1459–1464. 10.1645/GE-550R1.1 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
104. Galecki R, Sokol R, Dudek A. Infección por gusano de la lengua (Pentastomida) en pitones esféricos ( Python regius ): informe de un caso . Ann Parasitol . 2016; 62 :363–365. 10.17420/ap6204.76 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ] [Artículo gratuito de PMC] [PubMed] 105. Ayinmode AB, Adedokun AO, Aina A, Taiwo V. Las implicaciones zoonóticas de la pentastomiasis en la pitón real ( Python regius ) . Ghana Med J. 2010; 44 : 116–118. [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ Google Scholar
106. Winch JM, Riley J. Estudios experimentales sobre el ciclo de vida de Raillietiella gigliolii (Pentastomida: Cephalobaenida) en el gusano lagarto sudamericano Amphisbaena alba : una interacción única que involucra a dos insectos . Parasitología . 1985; 9 :471–481. 10.1017/S0031182000062715 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
107. Esslinger JH. Desarrollo de Porocephalus crotali (Humboldt, 1808) (Pentastomida) en huéspedes intermediarios experimentales . J Parasitol . 1962; 48 :452–456. 10.2307/3275214 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
108. Bosch H. Estudios experimentales del ciclo de vida de Raillietiella Sambon , 1910 (Pentastomida: Cephalobaenida): la larva de cuarta etapa es infecciosa para el huésped definitivo . Z Parasitenkd . 1986; 72 :673–680. 10.1007/BF00925489 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
109. Ali JH, Riley J. Estudios experimentales del ciclo de vida de Raillietiella gehyrae Bovien, 1927 y Raillietiella frenatus Ali, Riley y Self, 1981: parásitos pentastómidos de geckos que utilizan insectos como huéspedes intermedios . Parasitología . 1983; 86 :147–160. 10.1017/S0031182000057255 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
110. Thyssen PJ, Moretti TDC, Ueta MT, Ribeiro OB. El papel de los insectos (Blattodea, Diptera e Hymenoptera) como posibles vectores mecánicos de helmintos en el ambiente domiciliario y peridomiciliario . Cad Saude Publica . 2004; 20 :1096–1102. [ PubMed ] [ Google Académico ]
111. Tsai YH, Cahill KM. Parásitos de la cucaracha alemana ( Blattella germanica L.) en la ciudad de Nueva York . J Parasitol . 1970; 56 :375–377. 10.2307/3277678 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
112. Fotedar R, Shriniwas UB, Verma A. Las cucarachas ( Blattella germanica ) como portadoras de microorganismos de importancia médica en los hospitales . Infección por Epidemiol . 1991; 107 :181–187. 10.1017/s0950268800048809 [ artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
113. Gabryelow K, Lonc E. Parásitos de Periplaneta americana de un cultivo de laboratorio . Wiad Parazitol . 1986; 32 :75–78. [ PubMed ] [ Google Académico ]
114. Tanowitz HB, Weiss LM, Wittner M. Tenias . Curr Infect Dis Rep . 2001; 3 :77–84. 10.1007/s11908-001-0062-z [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
115. Lunden A, Uggla A. Infectividad de Toxoplasma gondii en carne de cordero después del curado, ahumado, congelación o cocción en microondas . Int J Food Microbiol . 1992; 15 :357–363. 10.1016/0168-1605(92)90069-F [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
116. Rodriguez-Mahillo AI, Gonzalez-Munoz M, de las Heras C, Tejada M, Moneo I. Quantification of Anisakis simplex allergens in fresh, long-term frozen, and cooked fish muscle . Enfermedad patógena transmitida por los alimentos . 2010; 7 :967–973. 10.1089/fpd.2009.0517 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
117. Klunder HC, Wolkers Rooijackers J, Korpela JM, Nout MJR. Aspectos microbiológicos del procesamiento y almacenamiento de insectos comestibles . Control de Alimentos . 2012; 26 ( 2 ):628–631. 10.1016/j.foodcont.2012.02.013 [ CrossRef ] [ Google Académico ]
118. Wales AD, Carrique Mas JJ, Rankin M, Bell B, Thind BB, Davies RH. Revisión del transporte de bacterias zoonóticas por artrópodos, con especial referencia a Salmonella en ácaros, moscas y escarabajos de basura . Zoonosis Salud Pública . 2010; 57 :299–314. 10.1111/j.1863-2378.2008.01222.x [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
119. Goodwin MA, Waltman WD. Transmisión de Eimeria , virus y bacterias a pollitos: escarabajos oscuros ( Alphitobius diaperinus ) como vectores de patógenos . J Appl Poult Res . 1996; 5 :51–55. 10.1093/japr/5.1.51 [Referencia cruzada ] [ Google Scholar ] [Artículo gratuito de PMC] [PubMed] 120. Kobayashi M, Sasaki T, Saito N, Tamura K, Suzuki K, Watanabe H, Agui N. Houseflies: vectores mecánicos no simples de Escherichia coli enterohemorrágica O157:H7 . Soy J también con Hyg 1999; 61 :625–629. 10.4269/ajtmh.1999.61.625 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico
121. Zarchi AAK, Vatani H. Una encuesta sobre especies y tasa de prevalencia de agentes bacterianos aislados de cucarachas en tres hospitales . Enfermedades zoonóticas transmitidas por vectores . 2009; 9 :197–200. 10.1089/vbz.2007.0230 [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Académico ]
122. Martínez MR, Wiedmann M, Ferguson M, Datta AR. Evaluación de la virulencia de Listeria monocytogenes en el modelo de larvas de insectos Galleria mellonella . PloS uno . 2017; 12 :e0184557 10.1371/journal.pone.0184557 [ Artículo gratuito de PMC ] [ PubMed ] [ CrossRef ] [ Google Scholar ]
Papel potencial de la quitinasa 3-like-1 en los cambios carcinogénicos asociados a la inflamación de las células epiteliales. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/19908331/
